Как сделать инкубатор для аквариума своими руками

Делаем аквариумные инкубаторы для икры

Этот прибор состоит:

• из емкости, в которой находится икра;
• компрессора;
• трубки, по которой вылупившиеся мальки попадают в аквариум.

Так как компрессор установлен в большинстве аквариумов, можно сэкономить и воспользоваться самодельной конструкцией инкубатора.

Как сделать инкубатор для икры из пластиковой бутылки

Для того чтобы собрать самодельную конструкцию инкубатора, понадобятся две пластиковые бутылки. Их объем может быть любым, он зависит от размера аквариума и количества икры.

С бутылок обязательно нужно снять этикетки. Бутылки очищают от клея ацетоном и хорошо промывают.

После очистки от клея бутылки разрезают на две части. Для инкубатора используют только верхние части бутылок с горлышками. В одной из крышек просверливают отверстие. Его можно вырезать с помощью острого канцелярского ножа.

Затем крышки бутылок откручивают, а в горлышки помещают мелкую сетку. В качестве сетки можно использовать кусочек старой тюли или материал от аквариумного сачка. Крышки закручивают обратно.

Далее бутылки соединяют друг с другом широкой стороной и закрепляют с помощью скотча. Инкубатор закрепляют с помощью присоски с внутренней стороны аквариума. В самодельный инкубатор для икры устанавливают иглу для капельницы с трубкой, которую подключают к компрессору.

Принцип работы самодельного инкубатора для икры

С помощью компрессора инкубатор наполняется водой, которая будет постоянно обновляться. Икру собирают вручную «грушей» и помещают в инкубатор. Из-за сетки в емкость с икрой не смогут заплыть взрослые рыбы. Так как бутылки прозрачные, вы сможете наблюдать за развитием икры.

Когда вылупятся мальки, нужно будет опустошить инкубатор вручную. Внутри пластиковых бутылок можно установить перегородку. Таким образом, вы получите два отделения, дно из которых используют для развития икры, а второе – для роста мальков.

При использовании самодельного инкубатора для икры вы сможете заниматься разведением аквариумных рыбок.

Источник

Обзор инкубатора кладок рептилий. Как сделать инкубатор своими руками (+ видео).

В небольшом отступлении от статей по разведению среднеазиатских черепах решил написать об инкубаторах для кладок рептилий.

Проще всего купить инкубатор, изготовленный одним из известных брендов. Главное не перепутать с инкубатором для кладок птиц (они обычно с механизмом переворачивания, а яйца черепах нельзя переворачивать в процессе созревания). На мой взгляд самый интересный вариант с автоматическим поддержанием температуры фирм exo-terra или lucky reptile herp nursery II. Это своего рода шкафчик с прозрачной дверцей для наблюдения за кладкой.

Я не знаю какая комплектация у exo-terra, т.к. пользуюсь более дешевым, аналогичным по функционалу, lucky reptile herp nursery II. В комплектацию последнего входят две пластиковые полки и один поддон для воды. Также кроме кабеля на 220В есть еще автомобильный кабель к прикуривателю, т.е. инкубатор можно использовать как контейнер для перевозок рептилий при необходимой температуре или как мини-холодильник для выездов на природу, например.

Управление производится с помощью кнопок в верхней части, где устанавливается температура инкубации, включение-выключение аппарата, внутренняя подсветка.

Влажность поддерживается добавлением воды в поддон инкубатора и контролируется гигрометром (покупается отдельно). В этом инкубаторе можно проводить спячку рептилий, если это понадобится. За автоматическое повышение и понижение температуры в нем отвечает элемент Пельтье. При отклонении от заданной температуры на 1-2 градуса, автоматически включается внутренний вентилятор и потоком воздуха повышает или понижает температуру. Поэтому постоянное проветривание не нужно. Для удобства транспортировки инкубатор снабжен сверху складывающейся ручкой.

У таких инкубаторов есть и минусы

— неоправданно высокая цена (пользуются отсутствием конкурентов + ритейлеры накручивают)

— нет встроенного гигрометра (но при желании можно наклеить механический внутри на стенку)

— встроенный термометр может врать по температуре — плюс-минус 1-2 градуса , поэтому лучше класть внутрь дополнительный контрольный.

— Индикация температуры очень яркая, а после срабатывания датчика температуры инкубатор довольно шумно работает, пока не достигнет требуемой температуры (Это надо учесть при установке, чтобы не мешал спать).

Прочие инкубаторы я даже не рассматривал, т.к. там соотношение цена-функции-практичность не выдерживает никакой критики.

Некоторые умельцы также предлагают сделать инкубатор на заказ из запчастей с алиэкспресса, но просят за это цену как за заводской. Я не осуждаю, за кастом надо платить. Только тут вопрос по качеству материалов и гарантии.

Далее опишу способ как сделать эконом-вариант инкубатора для кладки черепахи своими руками. Я сделал тестовый вариант, он оказался вполне рабочим, хоть и довольно громоздким.

Для изготовления понадобятся:

1. Большой контейнер с крышкой. (У меня 36 литров, но можно и больше. Если меньше, акванагреватель не влезет)

Источник

Инкубатор для икры малавийских цихлид своими руками

Как происходил процесс создания инкубатора для икры? Решив попробовать свои силы в содержании и разведении инкубирующих цихлид из озера Малави, я столкнулся с необходимостью искусственной инкубации икры цихлид. Дело в том, что выращенные в условиях неволи самки в значительной степени утратили родительский инстинкт.

Поносив икру во рту несколько дней, нерадивые мамаши не выдерживают бремени забот и проглатывают ее. Правда, иногда происходит и обратное – рыба «передерживает» потомство и выпускает в конце концов истощенных «затянутых» мальков, которые впоследствии не порадуют аквариумиста здоровым видом и хорошим ростом.

Фото цихлиды Малави

Но даже если все прошло более-менее удачно, мальки, появившиеся на свет в общем аквариуме, обычно немедленно съедаются остальными рыбами. Отсаживать же самку с икрой в отдельную емкость далеко не всегда возможно или целесообразно: для того, чтобы довольно крупная рыба (длина самых мелких малавийцев превышает 8-10 см) комфортно прожила примерно три недели, требуется свободный водоем литров эдак на двадцать-сорок. А если таких самок много?

Не последнюю роль для разводчика играет и тот факт, что самка, у которой «отнимают» икру, нерестится гораздо чаще. Таким образом, серьезные аквариумисты предпочитают инкубировать икру эндемиков озер Малави и Танганьика искусственно.

Для этого, естественно, понадобится инкубатор для цихлид. Со второй попытки мне удалось сделать из тонкого оргстекла более-менее сносно работающий инкубатор по традиционной схеме (описание которой, кстати говоря, не появлялось в аквариумной литературе уже лет пятнадцать). Принцип его функционирования заключается в том, что икринки находятся между двумя стенками, образующими направленный вниз угол, при этом в основании угла имеется узкая щель, сквозь которую тем или иным способом обеспечивается ток воды. При сборке этой конструкции я столкнулся с рядом проблем. Самая значимая заключалась в том, что в домашних условиях трудно раскроить и склеить детали инкубатора таким образом, чтобы щель между наклонными стенками имела равную ширину.

Малейший перекос приводит к «залипанию» и скучиванию икринок в той части секции, где щель уже.

Конструкция получается громоздкой, особенно если в ней предусмотрено несколько секций для изолированной инкубации икры нескольких самок (в изделиях подобного типа перегородки между секциями, как правило,вклеивают «наглухо»). Я попробовал сделать перегородки съемными, чтобы можно было произвольно регулировать ширину и количество секций, но мне не удалось идеально подогнать торцы перегородок к основным стенкам и это привело к «залипанию» икринок на щели между стенкой и перегородкой.

Видео инкубация икры малавийских цихлид

В таком инкубаторе проток воды сквозь все ячейки одинаков, и регулировать турбодинамический режим в отдельно взятой ячейке не представляется возможным, в то время как зачастую это бывает необходимо. В процессе инкубации по мере развития эмбриона икринка значительно «теряет в весе» и интенсивность тока воды должна постепенно ослабляться. Кроме того, икра крупных и мелких видов цихлид различается по размеру и весу. Это также может привести к проблемам при одновременной инкубации.

Дав свободу инженерной мысли, я сконструировал и с успехом эксплуатирую инкубатор для икры, лишенный перечисленных выше недостатков. Он исключительно компактен и легок в изготовлении, при этом необходимые материалы недефицитны и вполне доступны по цене.

Конструкция инкубатора для икры цихлид

Конструкция инкубатора для икры цихлид изготавливается из следующих деталей: поплавок (5); корпусы шприцев (6) в необходимом количестве; «флейта» – трубка с отверстиями для шлангов (4); винтовые зажимы для шлангов (10): сами шланги; сетчатая тюлевая или капроновая ткань с размером ячеек не более 1,0×1.0 мм (9): «муфты» из эластичного, желательно прозрачного, шланга (7), плотно надевающиеся на корпусы шприцев; небольшой отрезок шланга (8) соответствующего диаметра, подающий воду из помпы (2) во «флейту» (3).

Корпусы шприцев следует переделать следующим образом. Патрубок для иглы нужно запаять. Для этого примерно половина его отрезается острым ножом или кусачками, затем оставшаяся часть нагретым на огне толстым гвоздем с легкостью запаивается и выравнивается «заподлицо» с торцом шприца. Теперь нагретым на огне тонким гвоздем или иглой прожигаются отверстия в верхней части шприца, начиная от отметки 15 мл и до самого верха. Чем больше будет дырочек, и чем меньше их диаметр — тем лучше – это исключит «запинание» икринок на отверстиях.

Далее толстым гвоздем в нижней (торцевой) части шприца строго по центру прожигается отверстие для резинового шланга. Затем острым ножом заготовку разрезают поперек на уровне отметки 7 мл (цифра 7 на шкале отсутствует, но не составляет труда сориентироваться по рискам между отметками 5 и 10 мл). Упоры для пальцев в верхней части шприца следует оставить – они понадобятся для фиксации шприца в отверстии поплавка.

Фото схема инкубатора для цихлид

Теперь можно сделать инкубационную ячейку, как показано на рис.3. Сначала муфту надевают на нижнюю часть заготовки, одновременно плотно натягивая сетку, затем присоединяют верхнюю часть.

Поплавок можно изготовить из плотного пенопласта. Я использую куски пенопластовых плинтусов, срезав острым ножом все лишнее.

Рекомендуемая толщина поплавка — 1 см, ширина – 5-7 см, длина выбирается в соответствии с количеством устанавливаемых шприцев-ячеек. Диаметр отверстий в поплавке должен обеспечивать свободную установку шприца с надетой на него муфтой. В зависимости от плотности используемого для поплавка материала отверстия можно делать при помощи перфоратора, сверла и затем доводить до необходимого диаметра округлым надфилем. Я просто «прокрутил» отверстия разрезанным поперек шприцем и затем расширил их надфилем.

«Флейта» изготавливается из пластмассовой трубки, один из концов которой наглухо закупоривается пробкой (11), а в другом тем или иным способом обеспечивается герметичное крепление водоподающего отрезка шланга от помпы (это можно сделать силиконовым герметиком).

Я изготовил «флейту» из тех же корпусов от шприцев, срезав но необходимости лишние части и спаяв одну длинную трубку. «Донышки» шприцев с запаянными патрубками становятся при этом торцами «флейты». Отверстия для шлангов во «флейте» выполняются с таким расчетом, чтобы вся конструкция шланг – шприц находилась в строго вертикальном положении. Малейший перекос здесь недопустим. Удобнее всего просто наложить поплавок с готовыми отверстиями во «флейту» и разметить отверстия во «флейте» строго по центру отверстий в поплавке.

Инкубация икры малавийских цихлид

Как происходил процесс создания инкубатора для икры? Решив попробовать свои силы в содержании и разведении инкубирующих цихлид из озера Малави, я столкнулся с необходимостью искусственной инкубации икры цихлид. Дело в том, что выращенные в условиях неволи самки в значительной степени утратили родительский инстинкт.
Поносив икру во рту несколько дней, нерадивые мамаши не выдерживают бремени забот и проглатывают ее. Правда, иногда происходит и обратное — рыба «передерживает» потомство и выпускает в конце концов истощенных «затянутых» мальков, которые впоследствии не порадуют аквариумиста здоровым видом и хорошим ростом.

Фото цихлиды Малави

Но даже если все прошло более-менее удачно, мальки, появившиеся на свет в общем аквариуме, обычно немедленно съедаются остальными рыбами. Отсаживать же самку с икрой в отдельную емкость далеко не всегда возможно или целесообразно: для того, чтобы довольно крупная рыба (длина самых мелких малавийцев превышает 8-10 см) комфортно прожила примерно три недели, требуется свободный водоем литров эдак на двадцать-сорок. А если таких самок много?

Не последнюю роль для разводчика играет и тот факт, что самка, у которой «отнимают» икру, нерестится гораздо чаще. Таким образом, серьезные аквариумисты предпочитают инкубировать икру эндемиков озер Малави и Танганьика искусственно.

Для этого, естественно, понадобится инкубатор для цихлид. Со второй попытки мне удалось сделать из тонкого оргстекла более-менее сносно работающий инкубатор по традиционной схеме (описание которой, кстати говоря, не появлялось в аквариумной литературе уже лет пятнадцать). Принцип его функционирования заключается в том, что икринки находятся между двумя стенками, образующими направленный вниз угол, при этом в основании угла имеется узкая щель, сквозь которую тем или иным способом обеспечивается ток воды. При сборке этой конструкции я столкнулся с рядом проблем. Самая значимая заключалась в том, что в домашних условиях трудно раскроить и склеить детали инкубатора таким образом, чтобы щель между наклонными стенками имела равную ширину.

Малейший перекос приводит к «залипанию» и скучиванию икринок в той части секции, где щель уже.

Конструкция получается громоздкой, особенно если в ней предусмотрено несколько секций для изолированной инкубации икры нескольких самок (в изделиях подобного типа перегородки между секциями, как правило,вклеивают «наглухо»). Я попробовал сделать перегородки съемными, чтобы можно было произвольно регулировать ширину и количество секций, но мне не удалось идеально подогнать торцы перегородок к основным стенкам и это привело к «залипанию» икринок на щели между стенкой и перегородкой.

Видео инкубация икры малавийских цихлид

В таком инкубаторе проток воды сквозь все ячейки одинаков, и регулировать турбодинамический режим в отдельно взятой ячейке не представляется возможным, в то время как зачастую это бывает необходимо. В процессе инкубации по мере развития эмбриона икринка значительно «теряет в весе» и интенсивность тока воды должна постепенно ослабляться. Кроме того, икра крупных и мелких видов цихлид различается по размеру и весу. Это также может привести к проблемам при одновременной инкубации.

Как сделать инкубатор для икры из пластиковой бутылки

Для того чтобы собрать самодельную конструкцию инкубатора, понадобятся две пластиковые бутылки. Их объем может быть любым, он зависит от размера аквариума и количества икры.

С бутылок обязательно нужно снять этикетки. Бутылки очищают от клея ацетоном и хорошо промывают.

После очистки от клея бутылки разрезают на две части. Для инкубатора используют только верхние части бутылок с горлышками. В одной из крышек просверливают отверстие. Его можно вырезать с помощью острого канцелярского ножа.

Затем крышки бутылок откручивают, а в горлышки помещают мелкую сетку. В качестве сетки можно использовать кусочек старой тюли или материал от аквариумного сачка. Крышки закручивают обратно.

Далее бутылки соединяют друг с другом широкой стороной и закрепляют с помощью скотча. Инкубатор закрепляют с помощью присоски с внутренней стороны аквариума. В самодельный инкубатор для икры устанавливают иглу для капельницы с трубкой, которую подключают к компрессору.

Принцип работы самодельного инкубатора для икры

С помощью компрессора инкубатор наполняется водой, которая будет постоянно обновляться. Икру собирают вручную «грушей» и помещают в инкубатор. Из-за сетки в емкость с икрой не смогут заплыть взрослые рыбы. Так как бутылки прозрачные, вы сможете наблюдать за развитием икры.

Когда вылупятся мальки, нужно будет опустошить инкубатор вручную. Внутри пластиковых бутылок можно установить перегородку. Таким образом, вы получите два отделения, дно из которых используют для развития икры, а второе – для роста мальков.

При использовании самодельного инкубатора для икры вы сможете заниматься разведением аквариумных рыбок.

В стремлении оптимизировать процесс разведения африканских цихлид аквариумисты часто прибегают к помощи инкубаторов. Самки, как правило, на протяжении месяца вынашивают икру во рту, что приводит к их истощению и неспособности вступать в новый нерест. Это не может устраивать разводчика, который вытряхивает кладку и помещает икринки на созревание в специально созданный резервуар. В данной статье речь пойдет о простейшем самодельном инкубаторе для африканских цихлид, представляющий из себя усовершенствованную версию известной ранее модели.

Представленная схема инкубатора неэффективна. Подробности смотрите в комментариях

Основные требования, которым должен отвечать инкубатор следующие:

1. Непрерывная протока в емкости с икринками. В инкубатор должна поступать чистая аэрируемая вода, по гидрохимическим показателям аналогичная аквариумной.

2. Отсутствие острых граней, о которые икринки и личинки могут повредиться и областей, где они могут застрять. Кладка должна находится в непрерывном циркулирующем состоянии.

3. Нельзя допускать скучивание кладки. В противном случае наступает гипоксия, и, кроме того, грибок от умершей икры будет переходить на здоровую.

Корпус самодельного инкубатора представляет собой 1,5 литровую бутылку со срезанным дном. В горлышко вставлен обрезок от 20-мл шприца, который включает срезанный поршень и распылитель. Верхняя часть инкубатора слегка выступает над поверхностью воды, чуть ниже перфорирована для оттока. Бутылка крепится в стенкам аквариума при помощи двух присосок.

Обрезок 20 мл шприца плотно вставлен в горлышко. Внутри его корпуса находится наклоненное дно инкубатора, которое представляет из себя обрезок поршня. Поверхность шприца и поршня гладкие, что исключает повреждение икринок. На всякий случай можно немного оплавить их края. Наклон дна приводит к скатыванию опускающихся икринок к прорези, из которой происходит приток воды и аэрация.

В инкубаторе нет мёртвых пространств и вся кладка перемешивается.

Красным обозначена область обточки распылителя. Данное пространство будет пропускать воздух и воду в инкубатор.

Красным обозначена область обточки поршня. Снизу будет подходить распылитель.

Общий вид на нижнюю часть инкубатора.

Нежелательно отбирать у самок африканских цихлид икру сразу после нереста. Рекомендуется подождать 3-5 суток.

• Автор: Мария Сухоруких
• Распечатать

(0 голосов, среднее: 0 из 5)

Поделитесь с друзьями!

Инкубация Артемии

Для инкубации цист артемии используют конусовидные сосуды вместимостью 200 литров (можно и меньше, конечно). Высокое содержание кислорода и перемешивание яиц в аппарате осуществляется путем аэрации воды с помощью компрессора, распылители которого устанавливаются в донной части аппарата. Над аппаратами обеспечивается постоянное интенсивное искусственное освещение. Для инкубации активированные яйца артемии помещают в 4–5%-ный раствор поваренной соли (NaCl). Плотность закладки яиц зависит от их качества и размера и составляет в среднем 4–5 г/л. В инкубационном аппарате необходимо поддерживать температуру 27–29 °С, рН 7,5–8,5. При этих условиях выклев науплий происходит через 24–30 ч после закладки яиц.

По завершении инкубации на 15 мин выключается свет и компрессор. В результате оболочки всплывают вверх, а науплии концентрируются в нижней части аппарата. После этого через сливной кран сначала сливаются мертвые и непроклюнувшиеся цисты (скапливающиеся в нижней конической части), а затем в мешок из газ-сита (114 мкм) сливают науплий. Полученных науплий либо сразу скармливают, либо помещают в бассейны с 3–5%-ным раствором соли для дальнейшего подращивания, либо замораживают.

Рекомендуется проводить предварительную обработку (активацию и декапсуляцию) яиц артемии перед их инкубацией. Яйца артемии покрыты хитиновой оболочкой, которая значительно снижает процент выхода рачков из яиц при инкубации. Кроме того, необходимо будет отделять выклюнувшихся науплий от мертвых яиц и пустых оболочек, что может быть не так просто. Декапсулированные эмбрионы более калорийны и энергичны, так как они не расходуют энергию на разрыв хитиновой оболочки. А успешно проведенная декапсуляция иногда позволяет обойтись вообще без инкубации яиц.

Активация способствует прерыванию диапаузы яиц и повышению процента выхода личинок (стоит отметить, что у яиц, продающихся в магазинах в товарной упаковке, этот процесс уже прерван). Она напоминает им холодную зиму, после которой они быстрее выйдут из своей скорлупы, а также дадут лучший процент «всхожести».

Существуют следующие способы активации яиц артемии:

1. Сухие яйца кладутся в раствор поваренной пищевой или аптечной морской соли (35–47 г/л) и промораживаются при температуре –15–20 ºС в течение одной-двух недель, затем в раствор бросают таблетку гидроперита, далее через 20–30 мин яйца промывают под краном водопроводной водой (5–10 с).

2. Сухие яйца кладутся в раствор поваренной пищевой или аптечной морской соли (35–47 г/л) и промораживаются при температуре –25 ºС в течение 1–2 мес.

3. Сухие яйца кладутся на 30 мин в 3%-ный раствор перекиси водорода (50 г яиц на 1 л раствора), промываются и кладутся в инкубатор. Это лучший способ активации при отсутствии морозильника.

4. Сухие яйца кладутся на 2 ч в пресную воду, имеющую температуру 25–30 ºС, далее отцеживаются и помещаются на сутки в раствор поваренной пищевой или аптечной морской соли (35–47 г/л). Данная операция повторяется три раза.

5. Если нет возможности проморозить яйца при температуре –25 ºС, то можно положить их в морозильник в солевом растворе, приготовление которого описано выше, на срок от одного дня до двух месяцев перед инкубацией.

При кормлении артемией рыб, планируемых на нерест, лучше всего подойдет второй вариант, с промораживанием не менее двух месяцев. После активации в морозильнике яйцам дают 3–4 дня отстояться при комнатной температуре перед инкубацией.

Методика декапсуляции цист артемии

Для улучшения технологии выклева артемии используют декапсуляцию. Метод декапсуляции цист артемии изначально применялся только для исследовательских целей, а позднее был широко внедрен в промышленную аквакультуру. Рыбоводами-практиками по достоинству была оценена возможность массового получения лишенных оболочек цист артемии в качестве стартового корма, обладающего отличными биохимическими характеристиками.

Декапсуляция – растворение хориона при сохранении живого зародыша – технологический прием, который может дать сильный импульс продвижению хозяйственного освоения артемии, поскольку эта операция резко улучшает показатели использования цист: делает излишним отделение науплий от скорлупы и неразвившихся цист, повышает «всхожесть» цист, жизнестойкость и энергетическую ценность науплий, дает гарантию от привнесения с кормом болезнетворного начала и др.

Декапсуляция цист, выполненная перед инкубацией, имеет несомненные достоинства получения науплий из нативных цист. Объясняется это тем, что неразвившиеся цисты и скорлупу очень трудно отделить от живых науплий. Будучи же заглоченными, они могут стать причиной закупорки кишечника личинок. Особенно часто это встречается у молоди стерляди и других видов, чьи личинки отличаются мелкими размерами. Кроме того, на внешней поверхности скорлупы иногда встречаются споры бактерий и растений, что также может быть небезопасным.

Из цист, лишенных скорлупы, вылупляются науплии, обладающие большим запасом энергии, поскольку последняя не расходуется на работу по разрыву скорлупы и выходу из нее.

Применение декапсулированных цист непосредственно в качестве стартового корма имеет следующие преимущества: отпадает необходимость в инкубации, следовательно, не нужны инкубационные аппараты и среды, специальные помещения, системы обогрева, подачи сжатого воздуха. Исключается или резко сокращается расход электроэнергии. Не требуется отделять корм от скорлупы и неразвившихся цист. Процесс сокращается с 48 ч до 20 мин. Устраняется зависимость производства от крайне непостоянного показателя – величины «всхожести» цист: практически все цисты используются как стартовый корм. Устраняется опасность занесения с кормом болезней рыб.

Применение метода декапсуляции заключается в следующем: сухие яйца необходимо в течение часа подержать в пресной воде, а затем поместить в следующий раствор: 50 г гипохлорита кальция и 16 г кальцинированной соды на 1 л воды. Данные вещества тщательно перемешиваются в течение 1–1,5 мин и отстаиваются, затем сливается осадок. Соотношение объемов яиц и раствора должно быть 1:10.

В целом, для декапсулирования яиц подойдут препараты, содержащие активный хлор: диоксид хлора, гипохлорит натрия, гипохлорит кальция, хлорная (белильная) известь (оптимальная концентрация активного хлора в растворе 17 г/л при температуре около 20 °С). Примерная концентрация этих веществ в растворе должна быть следующей: гипохлорит кальция – 3 %, хлорная известь – 6 %, гипохлорит натрия – 9 %. Но необходимо соблюдать осторожность: декапсулирующий раствор – это едкая жидкость, которая может разъесть кожу рук, также она не должна попадать в глаза, рот, нос.

Декапсуляция длится до часа (обычно не более получаса): раствор с яйцами постоянно перемешивается вручную или посредством пузырьков от компрессора (яйца должны быть постоянно в движении).

По мере своего разрушения оболочки яиц приобретают оранжевый цвет. Декапсулированные яйца могут сразу же скармливаться малькам, необходимо лишь промыть их в течение 8–10 мин проточной теплой водой. В сачках применяются только капроновые материалы (шелк разъедается хлором), емкости должны быть стойкими к коррозии.

Декапсулированные яйца хорошо хранятся в холодильнике, в плотно закрытой банке. Рекомендуется перед скармливанием замочить их в воде на 15–20 мин или залить горячей водой на 3–5 мин. Если же необходимо «законсервировать» продукт, то его хранят в насыщенном солевом растворе в течение нескольких месяцев, а по мере необходимости инкубируют или скармливают. В таком растворе личинки рачков обезвоживаются и у них приостанавливаются процессы жизнедеятельности. Для того чтобы вернуть их в нормальное состояние, необходимо положить эмбрионов в раствор с соленостью менее 80 ‰.

Источник